Helicobacter pylori : diagnostic, indications et modalités d’éradication

Objectifs pédagogiques

• Connaître les données épidémiologiques et bactériologiques récentes
• Connaître les situations devant conduire à sa recherche et à son éradication
• Connaître les méthodes diagnostiques
• Connaître les méthodes thérapeutiques

Testez-vous

Nous vous invitons à tester vos connaissances sur l’ensemble des QCU tirés des exposés des différents POST'U. Les textes, diaporamas ainsi que les réponses aux QCM seront mis en ligne à l’issue des prochaines journées JFHOD.

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LIEN D’INTÉRÊTS

Orateur pour Mayoly Spindler® et Mobidiag®

MOTS-CLÉS

Antibiorésistance – 5 biopsies – culture – PCR – traitement orienté – contrôle éradication – surveillance endoscopique

ABRÉVIATIONS

IPP : inhibiteur de la Pompe à Protons ; QT : quadrithérapie ; ATB : antibiotique ; Amox : Amoxicilline ; Clari : Clarithromycine ; Lévo :

Lévofloxacine ; Rifa : Rifabutine ; Clari S : souche clari Sensible ; Clari R : souche clari Résistante

Quelques données générales

Helicobacter Pylori : un problème fréquent ?

Helicobacter pylori est une bactérie spiralée à Gram négatif, vivant exclusivement dans l’estomac humain. La contamination, essentiellement intra- familiale survient tôt dans l’enfance et est responsable d’une infection chronique sans éradication spontanée.

La moitié de la population mondiale, avec une grande disparité géographique, est infectée par H. pylori, et ce d’autant que les conditions de vie sont défavorisées. En Europe, les migrants sont plus souvent infectés que les populations d’origine (1).

En France, la prévalence globale est estimée à 20-30 % chez l’adulte. Elle est très faible chez l’enfant (<10 %) mais atteint 50 % après 60 ans. Lors d’une gastroscopie, les biopsies identifient une infection à H. pylori chez un patient adulte sur 5 ! (2,3)

Helicobacter Pylori : une bactérie pathogène ?

Helicobacter Pylori a été cultivée pour la première fois en 1982 et sa découverte a révolutionné l’idée que l’ulcère gastrique pouvait être dû à un stress augmentant l’acidité gastrique. Il est désormais bien établi que la majorité des ulcères gastriques (70 %) et duodénaux (90 %) sont dus à H. pylori. Par ailleurs, H. pylori a été déclaré agent carcinogène de classe I par l’OMS en 1994 (85 % des adénocarcinomes gastriques sont secondaires à une infection à H. pylori, première cause mondiale de néoplasie d’origine infectieuse (810 000 cas/an) bien avant le VHB, VHC ou HPV (4).

H. pylori provoque chez la personne infectée une gastrite qui est une maladie infectieuse indépendamment des symptômes et des complications (5). 85 % des patients infectés seront asymptomatiques, 10 à 15 % présenteront un ulcère gastro-duodénal parfois compliqué (hémorragie, perforation) et récidivant, d’autant plus en cas de prise concomitante d’AINS et d’aspirine. Seul 1 % développera un adénocarcinome gastrique à la suite d’une lente cascade de lésions histologiques (atrophie – métaplasie intestinale – dysplasie – cancer) ou un lymphome de MALT.

Y a-t-il un intérêt à traiter l’infection ?

Les bénéfices de l’éradication sont nombreux, entre autres :

• Améliore parfois la dyspepsie des patients dyspeptiques pylori +.
• Cicatrise l’ulcère duodénal et diminue la récidive d’ulcères gastriques et duodénaux et leurs
• Interrompt la cascade lésionnelle (atrophie – métaplasie – dysplasie – cancer).
• Prévient la survenue de l’adénocarcinome gastrique surtout avant l’apparition des lésions précancéreuses.
• Diminue la survenue de cancer gastrique chez les apparentés au 1erdegré de cancer gastrique (6).
• Diminue les risques de cancer métachrone après résection endoscopique de cancer gastrique (7).
• Rémission, voire guérison des lymphomes gastriques du MALT de bas grade.

Le problème de la résistance de Helicobacter Pylori aux antibiotiques

Seuls quelques agents anti-infectieux sont utilisables contre H. pylori : il s’agit de l’amoxicilline, la clarithromycine (mais pas l’azithromycine), le métronidazole, la tétracycline (mais pas la doxycycline), la lévofloxacine (mais pas la ciiprofloxacine), la rifabutine (même si c’est la rifampicine qui est testée lors des antibiogrammes), et les dérivés du bismuth (disponible en France uniquement dans le Pylera*).

La résistance de H. pylori à la clarithromycine et à la lévofloxacine a atteint des niveaux alarmants dans le monde entier, avec une très grande variabilité d’un pays à l’autre (figures 1 et 2). Pour l’OMS, H. pylori est un agent pathogène prioritaire pour la recherche/ développement de nouveaux antibiotiques.

Figure 1 : Taux de résistance primaire des souches de H. pylori à la clarithromycine selon les pays européens en 2018 (8)

Figure 2 : Taux de résistance primaire des souches de H. pylori à la lévofloxacine selon les pays européens en 2018 (8)

La résistance des souches et l’observance thérapeutique insuffisante sont les 2 principaux facteurs prédictifs de l’échec du traitement d’éradication, raison pour laquelle, les schémas d’éradication probabiliste sont différents et évoluent selon chaque région du monde. La France est un pays à forte résistance à la clarithromycine et à la lévofloxacine (valeur seuil > 15 %) (figure 3). Pour cette raison, l’association de seulement deux antibiotiques : amoxicilline + clarithromycine ou lévofloxacine ne doit pas être utilisée en traitement probabiliste devant un risque trop important d’échec d’éradication.

Les recommandations des sociétés savantes françaises (CNP HGE, HAS, GEFH) sont unanimes pour considérer que dès la première ligne, un traitement d’éradication « orienté » par l’étude de la sensibilité aux antibiotiques pour chaque patient est optimal, afin de limiter l’antibiorésistance, tout en améliorant l’efficacité et la tolérance des traitements.

Figure 3 : Taux de résistance primaire et secondaire des antibiotiques pour les souches de H. pylori en France (données CNRCH 2020) (9)

Le diagnostic de l’infection

Le diagnostic de l’infection comporte deux volets inséparables : l’identification bactérienne à proprement parler et l’identification des lésions endoscopiques et histologiques induites par la bactérie.

Diagnostic de l’infection (10)

On distingue habituellement les tests non invasifs (sérologie, test respiratoire à l’urée-13C, recherche d’Ag de H. pylori dans les selles) et les tests invasifs (biopsies de la muqueuse gastrique par endoscopie à visée anatomopathologique, et bactériologique [cultures de H. pylori ou PCR]). Exception faite de la sérologie, toutes les méthodes d’identification sont susceptibles de rendre des tests faussement négatifs et de conclure à tort à l’absence de la bactérie, si n’est pas respecté un délai de 4 semaines SANS ANTIBIOTIQUE et de 2 semaines SANS IPP.

Les tests non invasifs

La sérologie Helicobacter Pylori

La sérologie détecte les anticorps IgG spécifiques de H. pylori dans le sérum. Il s’agit du seul test dont les résultats ne sont pas perturbés par la prise d’antibiotiques ou d’IPP. La sensibilité et la spécificité de ce test peuvent dépasser les 95 % (10). La sérologie est un bon test de dépistage, témoin d’un contact préalable avec la bactérie, mais ne renseigne pas sur la persistance ou non de l’infection. Négative, elle a un intérêt pour exclure une infection à H. pylori. Positive, elle nécessite un autre test confirmant une infection active. Elle n’a donc aucune place dans le contrôle d’éradication puisque la séropositivité peut se maintenir des années après un traitement d’éradication efficace. Elle est parfois utile pour le diagnostic quand l’inoculum bactérien est faible (carcinome gastrique, lymphome de MALT, atrophie gastrique, hémorragie digestive).

La détection d’Ag bactérien de Helicobacter Pylori dans les selles

La recherche d’Ag de H. pylori dans les selles est réalisée avec un anticorps monoclonal dirigé contre la bactérie. La Se, Spe et VPN de ce test sont autour de 90 % (10). Le recueil des selles est un obstacle à la diffusion de cette méthode qui peut être utilisée en diagnostic pré-thérapeutique et en contrôle d’éradication, de même que l’absence de prise en charge par l’Assurance Maladie.

Le test à l’Urée marquée

Le test respiratoire à l’urée marquée détecte une infection active par la mise en évidence d’une activité uréasique que possède H. pylori. En présence quantité peut être mesurée.de H. pylori, l’ingestion d’urée marquée par un isotope non radioactif du carbone (13C) est suivie du rejet de 13C0 dans les gaz expirés dont la quantité peut être mesurée.

La sensibilité et spécificité de ce test, par ailleurs très reproductible, dépassent les 95 %. C’est le test pour contrôler l’éradication, sous réserve qu’il soit réalisé à distance de l’arrêt des ATB (4 semaines) et des IPP (2 semaines). La prise d’anti-H2 influence peu le résultat du test (arrêt recommandé de 48 heures), celle d’antiacides (sels d’aluminium, etc.) ne le modifie pas.

Les tests invasifs

Les biopsies à visée bactériologique (antre + fundus) doivent être réalisées en premier (le contact de la pince à biopsies avec le formol tamponné compromet la viabilité bactérienne et l’analyse PCR), elles seront déposées dans un milieu de transport type Portagerm Pylori*. Dans un deuxième temps, seront réalisées les biopsies à visée anatomopathologiques dans 2 pots séparés : deux biopsies antrales + une de l’angulus dans un premier pot et deux biopsies fundiques dans un second pot.

La culture de Helicobacter Pylori

La culture de H. pylori est la méthode de référence pour identifier H. pylori.

Son principal intérêt est d’évaluer la sensibilité de la bactérie à tous les antibiotiques (antibiogramme) à savoir l’amoxicilline, clarithromycine, lévofloxacine, tétracycline, rifampicine, métronidazole) et de guider leur choix.

La culture nécessite des conditions pré-analytiques rigoureuses (transport à +4°C, dépose rapide au laboratoire ou milieu de transport type Portagerm pylori permettant de prolonger la viabilité bactérienne) (11). La mise à disposition facilitée de ces milieux de transport rend désormais la culture potentiellement accessible partout en France.

Sa réalisation nécessite cependant un personnel entraîné, car les conditions de cultures sont spécifiques et la bactérie fragile, mais dans un laboratoire spécialisé, sa sensibilité est proche de 80 %.

Le CNR des Campylobacters et des Helicobacters met à disposition des microbiologistes des fiches pratiques afin de conseiller les microbiologistes dans leur démarche diagnostique (www.cnrch.fr).

L’amplification génique (PCR) sur biopsies gastriques

L’amplification génique (Polymérase Chain Réaction : PCR) est une technique permettant d’obtenir rapidement de multiples copies d’un fragment d’ADN bactérien cible à partir de biopsies gastriques (déposées sur milieu de transport type Portagerm, mais pas dans les milieux à visée anatomopathologique)

Cette technique de détection moléculaire de la bactérie est plus sensible que l’histologie et que la culture.

Elle permet également de détecter les mutations associées à la résistance à la clarithromycine. Des formats de PCR temps réels sont disponibles et commercialisés en France. La détection des mutations conférant une résistance aux quinolones est à ce jour moins pertinente : les mutations associées à cette résistance sont plus diverses et il n’existe pas de kit de PCR temps réel disponible. L’absence de cotation à la nomenclature limite encore à ce jour la diffusion de la PCR dans l’arsenal diagnostic de l’infection à H. pylori.

Dans deux évaluations de pratique courante en France, sur 296 patients, les pourcentages de détection de H. pylori étaient les suivants : PCR (100 %), histologie (90,8 %), culture (86,4 %). L’histologie n’avait donc pas « détecté » 9 % des patients H. pylori positifs (3). Sur 471 patients, la concordance entre la détection de la sensibilité/résistance à la clarithromycine des souches par PCR ou par culture était de 98 % (462/471) (12).

Le test rapide à l’uréase sur biopsie gastrique permettait un diagnostic rapide (moins d’une heure) d’une infection active à H. pylori. L’utilisation fréquente d’IPP lors de la réalisation d’une endoscopie et son absence de prise en charge font qu’il n’est plus recommandé en France.

L’examen anatomopathologie

L’examen anatomopathologique est la méthode habituelle de détection de H. pylori, par coloration standard ou désormais par des techniques d’immunohistochimie. Un minimum de cinq biopsies sont recommandées (angle de la petite courbure, petite et grande courbure antrale dans un premier pot, petite et grande courbure du corps dans un autre pot) pour garantir les performances diagnostiques de l’infection et surtout typer les lésions de gastrite (inflammation, atrophie, métaplasie, dysplasie). Chez les patients sous IPP, la réalisation de biopsies dans le fundus améliore le taux de détection.

Le diagnostic des lésions histologiques induites par Helicobacter Pylori

Le diagnostic lésionnel (intensité des lésions de gastrite et leur localisation antrale ou fundique) est incontournable et repose sur les biopsies systématiques ainsi que sur des biopsies additionnelles en pot séparé sur des zones suspectes.

Il semble exister un « point de non-retour » dans la constitution des lésions pré-néoplasiques, possiblement lors de l’apparition des lésions de métaplasie intestinale, observées souvent à partir de 40 ans (figure 4).

Figure 4 : Cascade des anomalies histologiques gastriques et risque individuel de cancer, en pourcentages

Les classifications anatomopathologiques OLGA (Operative Link for Gastritis Assessment) et OLGIM (Operative Link on Gastric Intestinal Metaplasia) stratifient le risque néoplasique (figure 5). Les patients porteurs de lésions avancées d’atrophie ou de métaplasie (respectivement stade OLGA III-IV et OLGIM III-IV) sont à risque de développer des lésions de dysplasie de haut grade ou un cancer gastrique (incidence estimée pour stage OLGA III/IV : 20 à 60/1 000 patients années) et doivent faire l’objet d’une surveillance endoscopique, indépendamment de l’obtention d’une éradication bactérienne (13,14).

* Score incluant l’angle gastrique

La classification OLGIM est globalement similaire, basée sur le degré et la localisation de la métaplasie.

De larges études européennes ont montré que le risque de cancer gastrique est de 1/256 si la muqueuse est normale, 1/50 en cas d’atrophie sévère, 1/39 en cas de métaplasie intestinale étendue et 1/20 en cas de dysplasie (15,16).

Une large série de 1 246 patients a évalué que le risque d’adénocarcinome gastrique était 4,9 fois plus élevé en cas d’atrophie sévère par rapport à l’absence d’atrophie, 6,4 fois plus fréquent en cas de métaplasie par rapport à l’absence de métaplasie, 5 fois plus fréquent en cas de pangastrite par rapport à une gastrite antrale et enfin 4,5 fois plus fréquent en cas de gastrite fundique par rapport à la gastrite antrale (17).

En pratique, on peut distinguer les tests en :

• Test d’orientation diagnostique, ne renseignant pas sur la persistance de la bactérie : sérologie.
• Test diagnostiquant la présence actuelle de la bactérie : test respiratoire à l’Urée 13C ou biopsies à visée anatomopathologique, Ag Hp dans les
• Test affirmant la présence de la bactérie et évaluant sa sensibilité aux antibiotiques : biopsies déposées dans un milieu de transport type Portagerm Pylori* : Cultures de H. pylori (tous les antibiotiques) et PCR d’H. pylori (clarithromycine uniquement).
• Test évaluant les lésions induites par l’infection : examen anatomopathologique avec multiples biopsies (minimum 5) dans des pots séparés (antre + angulus) et corps gastrique avec classifications OLGA -OLGIM.

Les indications de traitements

L’attitude thérapeutique est différente selon que l’on se situe dans une zone à faible ou forte incidence de cancer gastrique. Dans les zones à forte incidence, l’éradication systématique de la bactérie est justifiée. La France est une zone à faible incidence et il est raisonnable, en l’absence de symptôme, de cibler le dépistage de l’infection à Helicobacter Pylori et des lésions pré-néoplasiques chez les patients à haut risque de cancer.

Il existe différentes situations où il convient de rechercher et de traiter cette infection : (18,19,20)

• Patients à risque élevé de cancer gastrique
  • Apparenté à un patient avec antécédent de cancer de l’estomac (parents, frères/sœurs, enfants),
  • Syndrome HNPCC/Lynch,
  • Gastrectomie partielle ou traitement endoscopique de lésions cancéreuses gastriques,
  • Lésions pré néoplasiques gastriques (atrophie sévère et/ou métaplasie intestinale, dysplasie),
• Lymphome gastrique du MALT
• Ulcère gastrique ou duodénal (antécédent d’ulcère ou ulcère actif, compliqué ou non)
• Dyspepsie chronique avec gastroscopie normale
• Prévention des ulcères avant de débuter un traitement prolongé par AINS
• Traitement au long cours par IPP
• Patient devant avoir une intervention bariatrique, isolant une partie de l’estomac (bypass)
• Anémie ferriprive ou carence en vitamine B12, sans cause retrouvée
• Maladies extradigestives : uniquement le Purpura Thrombopénique Immunologique de l’adulte.

Les modalités de traitements

Le traitement devra toujours prendre en compte le contexte clinique (âge, lésion endoscopique, ATCD familial de cancer gastrique), les éventuelles lésions prénéoplasiques, les adaptations thérapeutiques nécessaires (insuffisance rénale, allergies et interactions médicamenteuses, …) et la connaissance que l’on a de la sensibilité de la bactérie aux antibiotiques, notamment à la clarithromycine.

Les 3 conditions d’un traitement efficace

L’efficacité d’un traitement d’éradication est dépendante de 3 conditions :

• Une durée suffisamment longue du traitement avec bonne observance
• Un contrôle optimal du pH intragastrique
• L’utilisation de 2 antibiotiques efficaces sur les souches de Helicobacter Pylori

1. Une durée suffisamment longue de traitement avec bonne observance : 10 jours pour la quadrithérapie (QT) bismuthée et les traitements à base de rifabutine, 14 jours pour les autres Il n’y a pas d’éradication minute !
2. Le contrôle optimal du pH repose sur l’utilisation d’IPP en 2 prises par La nécessité d’une forte posologie d’IPP est justifiée par le retour des souches de H. pylori à un état réplicatif quand le pH est au-dessus de 5 et permet d’optimiser l’efficacité des antibiotiques. Le métabolisme de certains IPP (oméprazole, lansoprazole) étant dépendant des gènes du cytochrome 2C19 et de MDR1- et en raison d’une proportion importante de métaboliseurs rapides chez les caucasiens, il est préférable d’utiliser l’ésoméprazole 40 mg ou le rabéprazole 20 mg en prise biquotidienne (21).
3. L’association d’au moins deux antibiotiques efficaces sur la souche avec une bonne diffusion intraluminale
   • L’amoxicilline sera toujours privilégiée (absence de résistance primaire) : la posologie utilisée sera de 1 gramme x2/j empiriquement, mais pour des raisons pharmacologiques, des doses adaptées au poids (50 mg/Kg/j en 3 prises/j, ou en 4 x/j si dose>6gr/j) sont recommandées dès la 2e
   • La clarithromycine (20 % de résistance primaire) : à la dose de 500 mg matin et soir
   • La lévofloxacine (17 % de résistance primaire) : à la dose de 500 mg matin et soir
   • La rifabutine (absence de résistance primaire) : à la dose de 300 mg/j possible en une prise, cet antibiotique doit être réservé aux situations validées en RCP
   • Le métronidazole : utilisée habituellement à la dose de 500 mg x 2/j (ou 375 mg x4/j lors de la QT bismuthée)
   • La tétracycline (absence de résistance) n’est disponible qu’à dose fixe en association avec le métronidazole et les sels de bismuth
   • Les sels de bismuth : dose fixe en association avec métronidazole et tétracycline

Il n’y a jamais d’urgence à envisager un traitement d’éradication ! En cas de grossesse ou d’allaitement par exemple, il doit être différé.

On a donc le temps d’attendre d’avoir l’ensemble des données pour prescrire le traitement, bien l’expliquer afin d’améliorer l’observance, ou le déléguer au médecin généraliste, en lui délivrant un protocole de traitement détaillé. La diffusion des fiches d’amélioration et de collaboration de prise en charge (disponible sur les sites de l’HAS et du GEFH) doit être largement encouragée.

Tout traitement d’éradication est indissociable du contrôle de son efficacité. On doit considérer en une seule entité le « traitement suivi d’un test contrôlant l’éradication et l’éventuelle surveillance endoscopique ultérieure ».

Le traitement de première ligne

Deux situations sont donc possibles (19,22)

• En l’absence d’évaluation de la sensibilité aux antibiotiques, le traitement est « probabiliste ». Il repose impérativement sur une QT associant un IPP et trois antibactériens.
  • Soit une QT bismuthée : association fixe de tétracycline, métronidazole, bismuth : 3 gélules 4 fois/jour avec de l’oméprazole 20 mg x2/j pendant 10 jours (selon l’AMM), à privilégier en cas d’allergie à la pénicilline ou en cas de prise antérieure de
  • Soit La QT concomitante : association d’amoxicilline, de clarithromycine, de métronidazole et d’un IPP en 2 prises/jour pendant 14 jours
• Si la sensibilité aux antibiotiques a été testée, comme le recommande les sociétés savantes, le traitement est alors une trithérapie associant un IPP et deux antibiotiques pendant 10 à 14
  • L’amoxicilline sera toujours privilégiée, à laquelle on associera selon la sensibilité des souches, en priorité la clarithromycine, puis la lévofloxacine et en dernier recours la rifabutine (devant être réservée aux situations validées en RCP)

Dans cette situation, les 80 % des patients infectés par une souche Clari Sensible bénéficient d’un traitement « orienté » de 14 jours par amoxicilline 1 gramme 2 x/j, clarithromycine 500 mg x2/j et IPP (ésoméprazole 40 mg ou rabéprazole 20 mg) x2/j. Cette association habituellement mieux tolérée (par l’absence de métronidazole) est efficace dans plus de 90 % des cas et permet de réserver éventuellement la QT bismuthée aux 20 % des patients porteurs d’une souche Clari R.

Le contrôle d’éradication est impératif !

Les schémas d’éradications de première ligne ont une efficacité proche de 90 %. Il y a donc potentiellement 10 % des schémas proposés qui se soldent par un échec !

Quel que soit le traitement prescrit, un contrôle d’éradication « au minimum 4 semaines sans prise d’antibiotique ou 2 semaines sans IPP » est indispensable, habituellement par test respiratoire quand il n’y a pas d’indication de gastroscopie.

Que faire en cas d’échec ou de situation délicate

• En cas d’échec d’un premier traitement probabiliste : utilisation de la QT non utilisée ou discussion d’une endoscopie pour proposer un traitement orienté.
• En cas d’échec d’un traitement orienté : traitements ultérieurs guidés par les données de la culture++

En cas d’échec d’un premier traitement probabiliste (QT bismuthée habituellement), bien que la QT probabiliste non utilisée puisse être proposée, un traitement orienté par trithérapie (2 ATB et IPP) est néanmoins souvent à privilégier.

Le choix du traitement orienté répond aux règles suivantes :

• Utilisation systématique de l’amoxicilline optimisée à 50 mg/Kg/j en 3 prises (ou en 4 prises si dose > 6gr/j), à laquelle on associe en priorité la clarithromycine, puis la levofloxacine, puis la
• Pas d’utilisation de clarithromycine, de lévofloxacine ou de rifabutine sans connaissance de la sensibilité de la
• Pas d’utilisation de métronidazole dans une nouvelle association en cas d’échec d’une QT bismuthée (car échec d’une posologie de métronidazole à 375 mg x 4/j soit 1500 mg/j)
• Utilisation de la QT bismuthée avant un schéma à base de lévofloxacine ou de rifabutine.

On est alors le plus souvent dans les situations suivantes (après un échec préalable de la QT bismuthée)

• Souche CLARI R, LEVO S ® : AMOX optimisée + LEVO 14 j
• Souche CLARI R, LEVO R RIFA S ® : AMOX optimisée + RIFA 10 j (après avis RCP GEFH)
• Souche CLARI R, LEVO R, RIFA R ® impasse thérapeutique ® : surveillance endoscopique à discuter
• Allergie pénicilline et souche CLARI S LEVO S ® : CLARI + LEVO 14 j (après avis RCP GEFH)
• Allergie pénicilline et souche CLARI R LEVO S RIFA S ® : LEVO + RIFA 10 j (après avis RCP GEFH)
• Allergie pénicilline et souche CLARI R LEVO R RIFA S ® : impasse thérapeutique ® surveillance endoscopique à discuter

Il est à noter que l’association « fixe » des 3 composants de la QT bismuthée, rend sa prescription délicate ou impossible en cas d’insuffisance rénale/hépatique ou lorsqu’une adaptation de posologie de l’un de ses constituants s’avère nécessaire, les traitements « orientés » ont ici tout leur intérêt.

Dans les cas d’échecs multiples, ou si un traitement à base de rifabutine est envisagé, un avis auprès de la RCP du GEFH est préconisé contactgefh@ helicobacter.fr (fiche de RCP disponible sur le site www.helicobacter.fr). Les véritables échecs d’éradication sont rares, mais parfois, il faut parfois savoir accepter de ne pas chercher à tout prix une éradication et se limiter dans l’attente d’autres alternatives à long terme à une surveillance endoscopique si nécessaire.

L’analyse des situations d’échecs soumis à la RCP du GEFH partagent souvent les mêmes erreurs : posologies d’IPP ou d’antibiotiques trop faibles, utilisation de schémas désormais non validés (séquentiel ou trithérapie probabiliste) ou comportant des antibiotiques non recommandés (doxycycline, ciprofloxacine, azithromycine, rifampicine) et des durées de traitement trop courts. La prescription d’un traitement d’éradication doit être rigoureuse !

Après l’éradication

Surveillance à l’issue du traitement

Lors de l’endoscopie diagnostique initiale, 4 à 7 % des patients (2,3) présentent une atrophie gastrique de stade avancée, et méritent une surveillance particulière même après l’obtention de l’éradication bactérienne.

Les patients OLGA ou OLGIM III/IV doivent bénéficier d’une surveillance endoscopique haute définition avec chromo-endoscopie (HD+CE) et nombreuses biopsies (au moins douze), au mieux sous anesthésie, afin de réaliser une cartographie des lésions et mieux cibler les lésions néoplasiques (23), surtout dans les rares cas d’échecs d’éradication !

Les protocoles de surveillance proposés sont les suivants (24,25) (figure 6) :

• Atrophie légère à modérée limitée à l’antre : pas de surveillance.
• Atrophie gastrique de stade avancé (atrophie sévère ou métaplasie intestinale à la fois de l’antre et du fundus : stade OLGA-OLGIM III/IV : contrôle endoscopique (HD+CE) à 3 ans, éventuellement à 1-2 ans si associé à un ATCD familial de K gastrique au 1erdegré.
• Dysplasie sans lésion macroscopique : nouvelle endoscopie de bonne qualité (HD+CE) avec contrôle à 12 mois si dysplasie de bas grade et 6 mois si dysplasie de haut
• Résection d’une lésion néoplasique superficielle : surveillance à 6-12 mois puis

MI : métaplasie intestinale ; DBG : dysplasie de bas grade ; DHG : dysplasie de haut grade

Figure 6 : Surveillance de la gastrite chronique atrophique et de ses lésions

Risque de recontamination

La récidive après éradication confirmée de l’infection à H. pylori peut se produire soit par récurrence (réapparition de souche d’origine non détectée) du fait d’un test de contrôle d’éradication faussement négatif, le plus souvent car réalisé trop tôt (< 4 semaines après la fin du traitement) ou par une réinfection par une nouvelle souche.

La réinfection, qui peut atteindre jusqu’à 10 %/an ou plus dans les pays soumis à une forte prévalence, reste rare de l’ordre de 1 à 1,5 %/an (voire moins) dans les pays de faible endémie (possiblement comme en France).

Conclusion

En 2022, la prise en charge d’une infection à Helicobacter Pylori devrait reposer sur l’évaluation de la sensibilité aux antibiotiques. Les indications de recherche et de traitement sont désormais bien validées. Lors d’une endoscopie, la détection par PCR ou culture de H. pylori doit être encouragée au même titre que la réalisation systématique de biopsies antrales et fundiques à visée anatomopathologique.

Les traitements orientés, l’utilisation de posologie adaptée d’IPP et d’antibiotiques, des fiches HAS ou du GEFH, doivent permettre une meilleure efficacité et tolérance des traitements. Le contrôle d’éradication, réalisé dans de bonnes conditions, est impératif pour affirmer une guérison le plus souvent définitive, ainsi que la surveillance endoscopique rigoureuse des sujets présentant des lésions prénéoplasiques.

Infection à H. pylori en pratique

Fiche HP spécialistes 2021

Références

1. Zamani M, Ebrahimtabar F, Zamani V et , Systematic review with meta-analysis: the worldwide prevalence of Helicobacter pylori infection Aliment Pharmacol Ther. 2018;47:868–76.
2. Heluwaert F, Nahon S, Lesgourgues B et al., JFHOD 2016 : CO 54 – PYLORI HEBDO* : résultat d’une enquête de pratique sur la prise en charge d’Helicobacter pylori dans 31 centres ANGH en 2014
3. Heluwaert F, Tracanelli L, Abousalihac et al. JFHOD 2018 : CO 76 – Diagnostic et traitement de l’infection à H pylori au centre hospitalier genevois, Apport de la PCR et de la culture pour le diagnostic
4. De Martel C, Georges D, Bray F, Ferlay J, Clifford Global burden of cancer attributable to infections in 2018: a worldwide incidence analysis. Lancet Glob Health 2020;8: e180–90
5. Sugano K, Tack J, Kuipers EJ, et al. Kyoto global consensus report on Helicobacter pylori gastritis – Gut 2015;64:1353–67.
6. Il Ju Choi, Chan Gyoo Kim, Jong Yeul Lee, et al. Family history of gastric cancer and helicobacter pylori treatment – NEJM 2020; 382 : 427-36
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